1樓：何曼婷囖
回答如下：
不正常。熒光定量pcr通過以內參基因作為標準進行相對定量，即眾所周知的2–δδct 法，（前提是要求在所有測試樣本中恆定表達的已知參照基因，而且表達水平不受研究條件及處理方式的影響）。
如果實驗組和對照組的目的基因ct值非常接近（前提是cdna稀釋的倍數一致）， 說明二者的目的基因無明顯變化呀。
基因作用：
基因有控制遺傳性狀和活性調節的功能，基因通過複製把遺傳資訊傳遞給下一代,並通過控制酶的合成來控制代謝過程,從而控制生物的個體性狀表現。基因還可以通過控制結構蛋白的成分,直接控制生物性狀。
生物體細胞中的dna分子上有很多基因,但並不是每一基因的特徵都表現出來。即使是由同一受精卵發育分化而來的同一人體不同組織中的細胞,如肌肉細胞、肝臟細胞、骨細胞、神經細胞、紅細胞和胃黏膜細胞。
細胞核中的基因在細胞的一生中並非始終處於活性狀態,它們有的處於轉錄狀態,即活性狀態,這時基因開啟,有的處於非轉錄狀態,即基因關閉。
求助熒光定量pcr，我的實驗組和對照組的目的基因ct值非常相近，但是兩組內參基因的ct值相差5左右，正常嗎
2樓：匿名使用者
肯定不行的。熒光定量pcr通過以內參基因作為標準進行相對定量，即眾所e68a8462616964757a686964616f31333330363736周知的2–δδct 法，（前提是要求在所有測試樣本中恆定表達的已知參照基因，而且表達水平不受研究條件及處理方式的影響）。如果實驗組和對照組的目的基因ct值非常接近（前提是cdna稀釋的倍數一致）， 說明二者的目的基因無明顯變化呀。
4.2.3.1 2–δδct (livak) 方法
進行相對基因表達分析普遍採用操作簡便的2–δδct 法，條件是目標基因和參照基
因擴增效率都接近100% 且相互間效率偏差在5% 以內。使用2–δδct 法之前，必須驗
證目標基因和參照基因的擴增效率。
一旦確定目標基因和參照基因有相似且接近100% 的擴增效率，你就可以確定不
同樣本中目標基因表達水平的相對差異，步驟如下：
首先，對所有的測試樣和校準樣本，用內參基因的ct 值歸一目標基因的ct 值：
δct(test) = ct(target, test) – ct(ref, test)
δct(calibrator) = ct(target, calibrator) – ct(ref, calibrator)
其次，用校準樣本的δct 值歸一試驗樣本的δct 值：
δδct = δct(test) – δct(calibrator)
最後，計算表達水平比率：
2–δδct = 表達量的比值
得到的結果是通過參照基因表達水平校準的試驗樣本中目標基因相對於校準樣本
的增加或減少的倍數，用參照基因校準目標基因表達的目的是彌補樣本組織量的差異。
如果目標和內參基因的擴增效率不相近，可以優化或重新設計實驗，或者可以
採用4.2.3.3 節中闡述的pfaffl 法。另外，如果目標基因和參照基因有同樣的擴增效
率，但是擴增效率不等於2，那麼，2–δδct 法的公式可以修正為用實際擴增效率值代
替等式中的2。例如，如果目標基因和參照基因的擴增效率都為1.95，計算公式為
1.95–δδct。
下邊的假定的例子告訴你如何使用2-δδct 法來決定一個目標基因（p53）在腫瘤
和正常卵巢組織的表達的相對水平。
例子：正常和腫瘤組織50ngrna 得到的cdna 用來分析p53(目標基因)和
gapdh（參照基因）。gapdh 用來作為參照是因為以前的研究表明這個基因在正常
和腫瘤組織中沒有差異。
樣品ct p53 (目標基因) ct gapdh (參照基因)
正常(校準樣本) 15.0 16.5
腫瘤(試驗樣本) 12.0 15.9
為了用上面介紹的方法進行相對定量分析，在檢測和校準的樣品中靶基因的ct
值和內參的ct 值進行歸一化：
δct(正常) = 15.0 – 16.5 = –1.5
δct（腫瘤）= 12.0 – 15.9 = –3.9
然後，試驗樣本的與校準樣本的δct 值進行歸一化
δδct = δct（腫瘤)– δct（正常）
= –3.9 – (–1.5) = –2.4
最後，計算表達比率：
2–δδct = 2–(–2.4) = 5.3
因此，腫瘤細胞的p53 表達水平比正常細胞高5.3 倍
希望能幫上你。
3樓：匿名使用者
你的實驗組和度招租的模板濃度不一樣吧，那樣內參基因的ct值肯定是不一樣的！
4樓：匿名使用者
正常的，因為你提取兩個材料的rna的量不同。你根據資料算下表達量具體是差幾倍，看是否與你的預期相符
熒光定量資料處理時內參的ct值低於目的基因的ct值，那應該怎麼進行處理啊？
5樓：匿名使用者
你的概念弄錯了。
抄ct值只能在同樣的基
襲因之間bai比較。實驗組的內參和對照
du組的內參zhi比，實驗組的目的基因和對照dao組的目的基因比。
比如你實驗組內參的ct值比對照組小一，那說明你實驗組的加樣量比對照組多了一倍。在計算目的基因的時候就要把實驗組的目的基因的量除以二在和對照組比較。
以此類推。
6樓：35豆豆
沒有關係，可以繼續按正常步驟計算。
內參的ct值通常要控制在25-30，目的基因ct值高，只說明目的基因表達量比較低。。
沒關係 。。
定量pcr目的基因與內參的ct值差異大怎麼解決
請問我在做熒光定量pcr的時候內參的ct值很低大約在35左右，而目的基因ct值在25左右 有哪位高手能指點一下
7樓：匿名使用者
你選了個什麼內參，表達量如此之低？感覺有點問題，檢查一下融解曲線對不對。
如果是正確的，說明你的目的基因表達量比內參高出一千倍啊。
ct值越大，表達量越低。
8樓：糟油酒丸
看看你的gapdh引物tm多少，有可能是因為pcr條件適合目的基因引物對而不適合內參引物對嗎？
熒光定量pcrct值每次重複相差多少
9樓：
如果有標準曲線，按照標準曲線計算。
一般都是相對量。則用delta delta ct方法來計算。舉例如下：
對照組基因a的ct值為20， 內參（比如βactin)ct值15。實驗組基因a ct值18，內參ct值14。 首先算加樣量：
delta ct=15-14=1。2的1次方是2。也就是說。。
目的基因的ct值小於內參基因，這個內參基因還能用嗎
10樓：匿名使用者
如何通來過熒光定量目源的基因和gapdh計算相對錶達bai量內du參就是一個表達量在zhi
各個組基本保持不變
dao的基因，又叫看家基因，比如常用的gapdh， actin。或者18s rrna也可以。如果內參表達量一致，說明你pcr的上樣量一致，樣本的質量也一致。
如果出入很大，說明你的樣本的濃度或者是質量有問題。測到的目的基因的表達量就不可靠了管家基因是用來定量的。用來計算相對錶達量。
管家基因在相同量樣品中的表達量我們認為是一致的。然後根據這個量來計算你的基因在不同樣品中的表達量。所以每一個都需要單獨的樣品。
基因組干擾需要你在提取rna以後用dnase處理樣品。如果不放心，可以拿處理過的rna做膜版，跑一次，如果有帶就是有汙染，如果沒有可以合成cdna庫了。
11樓：甫藹符憶彤
不同基因之復間表達量差異很大制，可達上千甚至上萬倍之差，所以ct值差10以內屬正常現象，但通常選用內參基因屬於表達量較高的持家基因，如果目標基因和記憶體基因表達量（ct值差）過大，用內參基因來衡量目標基因的表達量（絕對值）就不完全可靠，但至少可以說明目標基因表達非常低。
熒光定量pcr裡的相對定量裡算delta deltact的對照組是什麼？
12樓：匿名使用者
你都有標準曲線了。就不用做delta deltact了，直接用樣本的ct值帶入標準曲線就可以了。
delta deltact只用於相對值的測量。每一個delta代表ct值相減一次。第一次是目標基因對照組和實驗組的ct值相減。第二次是內參基因對照組和實驗組ct值相減。
得到的兩個數值算為2的xx次方，就是相差了多少倍。再用目的基因的倍數除以內參基因的倍數，最後得到實際的相差倍數。
做相對定量pcr 時，目的基因ct 值比內參基因ct 值低，是什麼原因，別人
13樓：匿名使用者
有多種原因。如果根據經驗目的基因的表達確實應該低於內參基因的話，常見的問題是模板異常，如嚴重的dna汙染等。但也不排除其他原因，如引物特異性等。
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